BAB I
PENDAHULUAN
Karena selama
prosessing, kebanyakan jaringan sudah tidak lagi memiliki warna yang memadai
untuk dapat diamati komponen-komponennya dengan baik dibawah mikroskop maka
hampir dibutuhkan suatu tahap pemberian warna terhadap jaringan. Tahap tersebut
dinamakan tahap pewarnaan (staining). Dalam melakukan pewarnaan, pemilihan
bahan pewarna yang tepat akan sangat membantu dalam identifikasi jaringan dan
komponennya serta dalam mendiagnosis kondisi patologis jaringan.
Proses pewarnaan di dasarkan pada
penggunaan pewarna rutin HE (Hematoksilin-Eosin), baik untuk sayatan parafin,
sayatan beku maupun sayatan celloidin. Proses penutupan juga akan dilaksanakan
setelah melakukan proses pewarnaan. Proses penutupan pada sayatan
parafin,sayatan celloidin, maupun sayatan beku. Pewarna Hematoksilin bertujuan untuk
mewarnai inti sel (biru keunguan), sedangkan Eosin untuk mewarnai sitoplasma
menjadi merah muda.
BAB II
ISI
2.1. Sayatan Parafin
Karena
pewarna yang akan digunakan ini mengandung air,maka sayatan (yang sudah
ditempelkan pada slide) harus dihidrasi terlebih dahulu sebelum diwarnai.
Hidrasi hanya bisa dilakukan jika parafin yang masih terdapat dalam jaringan
dilarutkan terlebih dahulu dalam xilol.
Dari xilol ini slide dapat dihidrasi secara bertahap dengan alkohol konsentrasi
turun,kemudian diwarnai dan didehidrasi dengan prosedur sebagai berikut :
|
Xilol I Xilol II Xilol-Alkohol absolut(1:1)
|
Permukaan
larutan dalam setiap jaringan harus diatur sedemikian rupa sehingga persis
dapat merendam seluruh sayatan dengan baik. Semua larutan dalam coplin jar
harus ditutup untuk mencegah penguapan yang dapat mengkontaminasi ruangan
tempat kerja. Setiap jar harus diberi label secara memadai untuk menghindari
kekeliruan selama pewarnaan.
Proses Pewarnaan : Masukkan 5 slide
ke dalam jar berisi xilol I dengan permukaan yang mengandung sayatan mengarah
kepala anda. Biarkan sampai 5menit (sampai seluruh parafin larut dalam
xilol),dan untuk lebih membersihkan sayatan dari parafin pindahkan kedalam
xilol II untuk 3-5 menit lagi. Sesudah
itu,dengan menggunakan forceps, pindahkan slide satu per satu ke jar berisi
xilol-alkohol absolut(1:1). Pada saat memindahkan sentuhkan sudut slide yang
bebas pada bibir jar sehingga larutan dari slide dapat mengalir kembali ke dalam
jar dengan baik. Selalu lakukan pemerasan slide dengan cara seperti
ini,sehingga larutan dari jar yang pertama tidak terlalu banyak bercampur
dengan larutan yang ada pada jar berikutnya.
Dari
jar berisi alkohol-xilol ini,pindahkan slide ke dalam jar berisi alkohol
absolut kemudian ke alkohol 95% dan seterusnya sampai alkohol 50% dan terakhir
pada jar berisi akuades. Waktu yang dibutuhkan untuk setiap jar telah
ditunjukkan pada kotak prosedur diatas. Ketika waktu hidrasi dalam akuades
telah tercapai,tuangkan air dari jar (pada saat menuang pegang slide dengan
jari anda sehingga tidak jatuh) dan gantikan dengan pewarna Hematoksilin
(Hematoksilin Ehrlich). Biarkan slide dalam Hematoksilin selama 2-3
menit,kemudian tuangkan larutan pewarna ke tempatnya semula. Segera alirkan air
ledeng ke dalam jar sampai penuh,kemudian tuangkan air tersebut dan isi lagi
dengan air ledeng untuk kedua kalinya,biarkan air tetap mengalir sampai 5
menit. Air ledeng yang pertama berfungsi untuk membuang sisa pewarna dari
slide, sementara yang kedua bertujuan untuk mendiferensiasi pewarna yang
terdapat dalam sayatan.
Perlu
dicatat bahwa jika air sedikit bersifat basa warna sayatan akan semakin gelap.
Jika air tidak cukup basa, air tersebut perlu dibuat menjadi sedikit basa
dengan cara menambahkan sedikit lithium karbonat.
Selanjutnya
bilas slide dengan akuades kemudian biarkan sampai tahap berikutnya dalam
akuades kedua. Pada saat menunggu slide berdiferensiasi, kosongkan seluruh jar
yang sudah digunakan tadi kemudian isi lagi dengan larutan yang sama untuk
setiap jar,kemudian urutkan dengan urutan terbalik dengan urutan jar pada saat
hidrasi tadi. Ketika mengisi jar, hati-hati jangan sampai masuk ke dalam jar
berisi xilol atau alkohol. Ambil jar yang bersih untuk digunakan sebagai wadah
untuk eosin.
Pindahkan
slide dari akuades ke dalam eosin,biarkan sampai 30-60 detik,lalu pindahkan
berturt-turut ke alkohol 70% sampai alkohol absolut,kemudian ke xilol I dan II.
Biarkan beberapa menit dalam xilol. Sekarang sayatan siap untuk ditutup dengan
kaca penutup.
Penutupan
dilakukan dengan cara berikut :
Bentangkan
satu kajang kertas filter diatas tempat anda kerja, ambil satu slide dari xilol
II kemudian letakkan di atas kertas filter. Teteskan satu tetes canada balsam
tepat diatas jaringan sebelum jaringan kering dari xilol. Ambil satu kaca
penutup diantara jari telunjuk dengan jempol tangan kiri sementara tangan kanan
memegang sebuah jarum. Turunkan kaca penutup sampai menyentuh slide dekat
jaringan lalu miringkan ke arah kanan dan tahan ujung yang lain dengan jarum.
Turunkan kaca penutup dengan cara menarik ujung jarum secara perlahan. Biarkan
canada balsam menyebar secara merata di bawah kaca penutup tersebut. Biarkan
slide mengering,jangan lagi disentuh.
Canada
Balsam harus dibuat setipis mungkin,kaca penutup dapat ditekan dengan bagian
penghapus dari pensil untuk menipiskan canada balsam. Pada hari
berikutnya,kelebihan Canada Balsam dapat dibuang dengan cara mengeriknya dengan
skalpel. Bahan penutup sintetik,seperti methyl methacryolate,dapat digunakan
dengan cara yang sama dengan Canada Balsam. Akan tetapi harus lebih tipis dari
canada balsam karena bahan ini dapat menimbulkan kontraksi yang lebih besar
dibandingkan dengan Canada Balsam.
2.2.
Sayatan Beku
Karena
sayatan beku telah didehidrasi dalam alkohol absolut sebelumnya,sayatan ini
harus dibawa kembali pada lingkungan berair dengan cara memindahkannya kedalam
alkohol 80% dan kemudian 70% sampai ke akuades. Dari akuades sayatan kemudian
diwarnai dengan hematoksilin,dicuci dan diferensiasi dengan air ledeng. Dari
air ledeng dimasukkan kembali ke akuades dan warnai lagi dengan eosin
(counterstain). Selanjutnya dehidrate secara parsial dengan alkohol 70%,80%,
sampai 95% lalu jernihkan dengan minyak origanum lalu lewatkan melalui xilol,
dan ditutup dengan Canada Balsam dan kaca penutup.
Untuk
mewarnai beberapa slide sekaligus diperlukan cawan pewarnaan khusus berbentuk
persegi. Masukkan larutan pewarna kedalam cawan, di tempat lain susun slide
dalam rak slide yang ukurannya bisa masuk kedalm cawan lalu dimasukkan secara
suksesif ke dalam satu seri cawan yang berisi reagen. Metode ini memiliki
kelemahan karena dapat memindahkan larutan secara signifikan dari cawan yang
satu kecawan yang berikutnya.
Mewarnai
beberapa slide sekaligus mungkin lebih cocok menggunakan cawan persegi yang
mempunyai celah-celah khusus untuk tempat slide. Masukkan slide ke dalam cawan dan
tuangkan xilol sampai seluruh bagian sayatan terendam. Setelah beberapa menit,
tuang kembali xilol ke dalam tempatnya semula menggunakan corong sambil tetap
menekan ujung slide agar tidak jatuh. Larutan akan tertuang melalui salah satu
sudut cawan seperti jika kita menuang dari beaker yang berbibir. Ganti Xilol
dengan campuran xilol-alkohol, kemudian turun ke alkohol sampai akuades.
Pewarnaan
dengan satu cawan akan mencegah terjadinya kesalahan seperti sering terjadi
jika menggunakan banyak cawan. Disamping menggunakan jar persegi, pewarnaan
dengan cara ini juga dapat dilakukan dengan menggunakan coplin jar,tetapi
proses menuangkan larutan dari satu tahap ke tahap berikutnya tidak semudah
jika kita menggunakan cawan persegi yang dilengkapi dengan rak slide.
Jika
mewarnai banyak slide sekaligus, usahakan agar slide tidak disusun saling
memunggungi karena reagen dari larutan pertama akan menempel pada ruangan antar
slide karena adanya gaya kapilaritas. Reagen ini akan terbawa masuk ke reagen
yang kedua,jika ini terjadi pada dehidrasi maka air akan terbawa masuk ke dalam
alkohol absolut. Jika masuk ke xilol, molekul air akan terbawa ke xilol dan ini
akan menimbulkan kontaminasi xilol yang bisa berakibat buruk pada proses
penjernihan post pewarnaan.
2.3. Sayatan Celloidin
Setelah
penyayatan, sayatan dimasukkan dan ditahan dalam alkohol 80%. Dengan demikian jika akan didehidrasi kita
tinggal memindahkannya ke dalam alokohol 70% dan terakhir kedalam akuades. Jika
kita ingin mewarnai hanya beberapa slide, pindahkan sayatan secara individual
dengan menggunakan section lifter. Tarik sayatan dengan menggunakan kuas kecil
yang halus, selipkan section lifter di bawahnya pada saat dia terbenam dalam
alkohol. Dengan cara yang sama pindahkan sayatan kedalam
akuades,hematoksilin,air ledeng (tiga kali ganti atau lebih), lalu ke
akuades,eosin, alkohol 70%,80%, dan 95%. Kemudian dijernihkan dalam minyak
origanum, lalu dilekatkan di atas permukaan slide yang bersih (tak perlu diberi
albumin mayer),lalu dikeringkan dan ditutup.
Jika
banyak sayatan cellodidinyang akan diwarnai,dehidradi dan jernihkan sayatan
secara simultan dengan jalan mmasukkan sayatan kedalam kantung saringan teh
berlubang. Pindahkan sayatan ini secara berurutan yang benar dari satu larutan
ke larutan yang lain, dan biarkan kering setiap meninggalkan satu reagen atau
larutan.
BAB III
PENUTUP
3.1.Kesimpulan
Berdasarkan
materi yang telah kami paparkan maka kami dapat menarik kesimpulan diantaranya
ialah:
1.
Pewarna yang rutin digunakan dalam
histologi ialah HE (Hematoksilin-Eosin)
2.
Untuk sayatan Parafin, harus dilakukan
di air ledeng yang mengalir sebanyak 2 kali ganti. Hal tersebut berguna untuk
membuang sisa pewarna dari slide, dan membirukan pewarna yang terdapat dalam
sayatan.
3.
Air yang bersifat basa akan memberikan
warna sayatan semakin gelap
4.
Untuk sayatan parafin jika pewarna yang
digunakan mengandung air, maka sayatan yang sudah ditempelkan pada slide harus
dihidrasi terlebih dahulu sebelum diwarnai . hidrasi bisa dilakukan jika
paraffin yang masih terdapat dalam jaringan dilarutkan terlebih dahulu dalam
xilol kemudian kedalam alkohol
konsentrasi turun.
5.
Bahan penutup (mounthing media) sintetik, seperti methil methacryolate, dapat
digunakan dengan cara yang sama dengan
tehnik cara dengan canada balsam. Tetapi bahan sintetik ini harus digunakan
lebih sedikit dan lebih tipis dari canada balsam karena bahan ini dapat
menimbulkan kontraksi yang lebih besar dibandingkan dengan canada balsam.
6.
Pada sayatan celloidin, penjernihan
slide dilakukan dalam minyak origanum, dan tidak perlu diberi albumen mayer .
7.
Jika mewarnai banyak slide sekaligus ,
diusahakan agar slide tidak disusun saling memunggungi karena reagen dari
larutan pertama akan menempel pada ruangan antar slide karena adanya gaya kapilaritas.
DAFTAR
PUSTAKA
Tim Dosen Mikroteknik. 2014. Dasar-Dasar Teori Mikroteknik Tehnik
Pembuatan Sediaan Histologi .
Jurusan Biologi FMIPA Unimed : Medan.
Suntoro,
S.H. 1983. Metode pewarnaan (histologi dan histokimia). Bharata Karya Aksara :
Jakarta.
Sipahutar,
H. 2003. Dasar-dasar Teori dan Praktek
Mikroteknik (Diktat Kuliah). Jurusan Biologi FMIPA Unimed : Medan.
Tidak ada komentar:
Posting Komentar